Состояние периферической крови при острой гипоксии в эксперименте

Гипоксия представляет собой универсальный патологический процесс, сопровождающий и определяющий развитие различной патологии[1,2]. Несмотря на очевидное различие пусковых механизмов формирования гипоксии экзогенного и эндогенного происхождения, метаболические сдвиги в условиях недостатка кислорода стереотипны [3,4]. Они связаны с энергодефицитом и усилением генерации активных форм кислорода (АФК), которая впоследствии приводит к мембранодеструкции, избыточной липопероксидации, окислительной модификации клеточных белков [5,6], запуску программируемой клеточной смерти. Дезорганизация метаболизма при гипоксии проявляется нарушениями энергетического обмена, биосинтеза белка, репликации ДНК, изменением чувствительности мембранных рецепторов и образованием внутриклеточных вторичных мессенджеров [7,8]. Гиперпродукция АФК обусловливает нарушения гомеостаза внутриклеточного кальция, активацию кальций-зависимых ферментов, повреждения цитоскелета, деградацию мембранных фосфолипидов [9,10,11,12,13,14].

Наиболее чувствительны к дефициту кислорода головной мозг, эндотелий сосудов, миокард, почки – т.е. ткани, менее приспособленные к анаэробному способу получения энергии [15,16,17,18]. Кровь, как жидкая соединительная ткань организма, не только обеспечивает взаимосвязь всех органов и систем, являясь индикатором состояния организма, но и сама непосредственно реагирует на дефицит кислорода [19,20].

Форменные элементы периферической крови: эритроциты, тромбоциты, гранулоциты, лимфоциты, плазматические клетки и моноциты являются интересным объектом для изучения при гипоксии, т.к. они отличаются друг от друга не только по выполняемым функциям, но и по характеру обменных процессов, степени использования кислорода, способности к генерации АФК и устойчивости к ним.

Эритроциты уникальны тем, что они не используют кислород для себя, но постоянно контактируют с кислородом, осуществляя его транспорт ко всем тканям. Эритроциты характеризуются исключительно анаэробным метаболизмом, не содержат основных кислород-потребляющих систем: митохондрий и эндоплазматической сети, образование энергии в них происходит путем субстратного фосфорилирования АДФ в реакциях гликолиза, они не способны к синтезу белков и не имеют ДНК. С другой стороны, эритроциты – это клетки, постоянно содержащие кислород в составе гемоглобина и максимально устойчивые к повреждающему действию его активных форм. Постоянное взаимодействие с кислородом вызывает аутоокисление содержащегося в эритроцитах гемоглобина с образованием супероксид-радикалов, а также других АФК, главным образом, перекиси водорода и гидроксил-радикалов [21]. Для защиты от них в эритроцитах имеется мощная система антипероксидной и антирадикальной защиты: СОД, каталаза, глутатионпероксидаза, глутатионредуктаза и др. Реакция эритроцитов на гипоксию не изучена.

Лейкоциты характеризуются тем, что в них кислород интенсивно потребляется и постоянно происходит генерация АФК, необходимых для уничтожения патогенов. Антимикробная функция нейтрофилов обусловлена продукцией супероксиданиона, который является предшественником других АФК в митохондриях и стимулятором синтеза антимикробных пептидов и белков [22]. Продукция супероксиданиона осуществляется НАДФН –оксидазой. Фермент имеет особенности строения, благодаря которым супероксиданион, образованный внутриклеточно, может диффундировать во внеклеточное пространство, т.е. в кровь [23].

НАДФН-оксидаза является олигомерным белком, она состоит из 2 интегральных мембранных протомеров: p22-phox и gp91-phox, также называемых NOX2, которые вместе образуют cytochrome b558, а также из 4 цитозольных протомеров (p47-phox, p67-phox, p40-phox, GTPase Rac1 или Rac2) [24]. Цитозольные протомеры фермента связаны с актиновыми филаментами и актин-связывающими белками: кофелином и коронином цитоскелета. Протомер р40-phox ответственнен за состояние покоя НАДФН-оксидазы, а при ее активации он отделяется от р47 и р67, которые при этом приобретают способность конъюгировать с мембранными субъединицами [25].

Процесс активации НАДФН-оксидазы запускается различными агентами и представляет собой фосфорилирование протеинкиназой С цитозольного протомера p47-phox, состоящего из нескольких функционально значимых доменов. Как видно, оксидант-продуцирующие цитозольные компоненты НАДФН-оксидазы тесно связаны с плазматической мембраной нейтрофила. Образующийся внутриклеточно супероксиданион при этом может освобождаться во внеклеточное пространство через поры (пространства), образуемые мембранными протомерами фермента и запускать генерацию АФК в крови [26,27].

АФК, образуемые НАДФН-оксидазой, регулируют активность нейтрофилов и деградацию мембранных фосфолипидов посредством активации различных форм фосфолипазы А2 (PLA2): цитозольной сPLA2 и секреторной sPLA2, а также участвуют в качестве вторичных мессенджеров в передаче сигналов в клетку[25,28]. С повышенной активностью лейкоцитов к генерации активных форм кислорода связано влияние лейкоцитов на реологические свойства крови. Возможный механизм влияния лейкоцитов на процессы агрегации, дезагрегации клеток эритроидного ряда связан с индукцией АФК и образования гуморальных факторов (в том числе интерлейкинов), а также способностью лейкоцитов сорбировать на своей поверхности компоненты крови, способствующие адгезии и агрегации эритроцитов [29]. Как реагируют нейтрофилы на гипоксию неизвестно.

Тромбоциты отличаются своей высокой чувствительностью к различным повреждающим факторам, а система эндотелий – тромбоциты в первую очередь реагирует на изменения внутренней среды [30,18]. Именно капиллярный эндотелий является главной мишенью действия АФК как при кислородном голодании, так и при «реперфузионном шоке», когда образование АФК резко возрастает после восстановления кислородообеспечения ткани [31]. Повреждение и активация сосудистого эндотелия проявляются в усилении экспрессии молекул клеточной адгезии (ICAM-I, Intracelular Cell Adhesion Molecule-I), секреции фактора Вилленбранда, увеличением числа клеток, содержащих активированную каспазу-3 (маркер апоптоза) [32]. Эти изменения обусловливают трансформацию антикоагулянтной поверхности эндотелия в прокоагулянтную, адгезию лейкоцитов и тромбоцитов к эндотелию и запуск каскада реакций свертывания крови с образованием тромбов. Примечательно, что активация ICAM-1 – наиболее чувствительного фактора, определяющего адгезию лейкоцитов к эндотелию, возникает не в период гипоксии, а при реоксигенации, тогда как активация каспазы-3 и секреция фактора Виллебранда индуцируются гипоксией, и сохраняются на том же уровне при восстановлении кислородообеспечения. Максимальные изменения в эндотелиоцитах имели место через 6 часов после реоксигенации, что вероятно обусловлено их апоптозом [32,33].

В функционировании тромбоцитов важное значение имеют структурно-функциональные характеристики их мембран – от состояния поверхности тромбоцита зависит участие его в гемостазе. Тромбоциты, имеющие дискоидную форму (дискоциты) с округлой, гладкой, либо рифленой поверхностью относятся к «формам покоя» и составляют 75% от всей популяции тромбоцитов. Клетки с внешними признаками функциональной активности характеризуются появлением отростков (псевдоподий) – выростами поверхностной мембраны, которая играет решающую роль во взаимодействии тромбоцитов с эндотелием и другими молекулами, обеспечивая способность тромбоцитов к адгезии и агрегации. Эти процессы также неразрывно связаны с генерацией АФК.

Тромбоциты, моноциты, нейтрофилы и макрофаги, а также эндотелий сосудов при различных состояниях сами могут стать источниками экзогенных АФК, однако действие АФК непосредственно на количественные и качественные изменения в периферической крови мало изучены. Несомненно, форменные элементы крови активно участвуют в ответной реакции организма на общую гипоксию. При этом основным фактором, регулирующим клеточный гомеостаз, является количественная концентрация клеток.

Целью работы явилось исследование показателей периферической крови при общей гипоксии/реоксигенации организма.

Материалы и методы. Модель общей гипобарической гипоксии была воспроизведена на 28 белых беспородных крысах-самцах весом 80-90г в остром эксперименте путем 1 кратного погружения в специальную камеру, где создавалось отрицательное давление -0,5 атм. Скорость компрессии и декомпрессии составила – 0,5 кПа/мин. Экспозиция в условиях разрежения воздуха и дефицита кислорода составляла 1 час. После сеанса гипоксии производился забор периферической крови путем пункции хвостовой вены в различные сроки после реоксигенации: через 30, 60, 90, 120, 150, 210 минут, 6часов, 24часа.

В крови определяли уровень генерации АФК по количеству ТБК-АП методом И.Д. Стальной и соавт. [34], параметры гемограммы на автоматическом гематологическом анализаторе MINDRAY ВС-3000. Для одной пробы требовалось 20мкл крови и 700 мкл стандартного дилюента, состоявшего из изотонического раствора, антикоагулянта, антисептика. Изучение параметров гемограммы включало определение количества эритроцитов (RBC), гемоглобина (Hb), гематокритного числа (HTC). Изучение эритроцитарных индексов включало определение среднего объема эритроцитов (MCV), количества гемоглобина в эритроците (МСН), средней концентрации Нb в эритроците (МСНС). Морфометрию эритроцитов периферической крови исследовали для построения гистограммы распределения эритроцитов по содержанию гемоглобина, геометрических параметров эритроцитов и их статистических характеристик.

Полученные результаты. Выявлено, что общая гипобарическая гипоксия сопровождается усилением образования активных форм кислорода в крови во все сроки исследования. Количество ТБК-АП увеличивается в 1,8; 4,2; 3,3 и 2,1 раза через 1, 3, 6 и 24 часа после реоксигенации соответственно. Источником генерации АФК при этом, возможно, являются форменные элементы крови, а субстратами окисления – мембранные компоненты клеток крови, а также плазменные липопротеины.

Исследование качественного и количественного состава клеток крови в нашем эксперименте выявило существенные сдвиги всех показателей. Так, количество эритроцитов периферической крови в первые 30 минут после реоксигенации увеличивалось на 21% относительно контроля, а затем понижалось, оставаясь на 7-10% меньше, чем в контроле до 150 минуты исследования. В дальнейшем, через 3 часа после реоксигенации отмечалось резкое (в 2,2 раза) уменьшение числа RBC, которое имело место в течение последующих 3 часов и незначительно изменялось в сторону увеличения на 24ч эксперимента. Концентрация RBC в этот срок наблюдения оставалась достоверно пониженной – на 29% относительно контроля. Аналогичную динамику имели изменения концентрации гемоглобина (таблица 1).

Таблица 1

Динамика изменений Hb, RBC и Ht при общей гипобарической гипоксии

Примечание: * - достоверно по отношению к контролю, р<0,05

Так, уровень Hb через 30 минут после реоксигенации повышался на 8%, а затем снижался на 11-16% в последующие 120 минут, достигая уровня на 31% меньше контроля на 180 минуте исследования. Через 6 и 24 часа после реоксигенации концентрация Hb оставалась пониженной на 25 и 30% относительно контроля соответственно.

Как видно из приведенных данных, максимальное понижение числа эритроцитов и гемоглобина в крови по времени совпало с пиком повышения ТБК-АП, что, вероятно, указывает на гемолиз эритроцитов в этот период после реоксигенации. Это предположение согласуется с литературными данными, где показано, что при различных окислительных воздействиях на эритроциты (действие перекиси водорода и др.) наблюдается окисление и денатурация гемоглобина (образование так называемых телец Гейнца), сопровождающиеся высвобождением гема/гемина (Ferriprotoporphyrin IX) [35,36]. При этом экзогенный гемин способен легко встраиваться в мембрану, дестабилизируя ее и вызывая гемолиз [32].

Возможно, что изменения числа RBC и Hb обусловлены также и колебаниями гематокритного числа, что указывает на перераспределение крови при реоксигенации и нарушения гемодинамики. Показатель гематокрита у экспериментальных животных резко увеличивался (на 26% относительно контроля) в первые 30 минут исследования, свидетельствуя о сгущении крови. К 60 минуте Ht понижался до нормального уровня, а в последующие сроки незначительно увеличивался, все же достоверно не отличаясь от нормы. Через 3 часа после реоксигенации Ht резко понижался, составив лишь 57% от уровня контроля, через 24ч этот показатель не восстанавливался до исходных величин, оставаясь сниженным на 24% от уровня контроля.

Изучение эритроцитарных индексов показало следующие результаты (таблица 2).

Таблица 2

Динамика изменений эритроцитарных индексов при общей гипобарической гипоксии

Примечание: * - достоверно по отношению к контролю, р<0,05

Средний объем эритроцита MCV на протяжении первых 24 часов после реоксигенации достоверно не изменяется во все сроки исследования. Тем не менее, на 90 минуте и через 6 часов MCV был незначительно понижен, а через 24 часа повышался на 7% относительно контроля.

Среднее содержание гемоглобина в эритроците MCH в динамике гипоксии/реоксигенации изменялось волнообразно. На 30 минуте после реоксигенации показатель MCH понижался на 12% относительно контроля, на 60 минуте увеличивался до нормы, в дальнейшем оставаясь ниже нормы на 10% до 150 минуты исследования. После 180 минуты имелась тенденция к достоверному повышению MCH: на 15% и 27% по сравнению с контролем через 3 и 6 часов соответственно. Через 24 часа после реоксигенации МСН восстанавливался до контрольных значений.

Средняя концентрация гемоглобина в эритроцитах МСНС имела аналогичную динамику, при этом изменения этого показателя были достоверными относительно контроля во все сроки наблюдения. Наименьшее значение МСНС отмечено через 30 минут после гипоксии/реоксигенации, наибольшее – через 6 часов.

Как видно из полученных результатов изучения эритроцитарных индексов, при общей гипоксии организма средний объем эритроцита достоверно не изменяется во все сроки наблюдения, тогда как среднее содержание гемоглобина в эритроците MCH и средняя концентрация гемоглобина в эритроцитах MCHC - уменьшаются через 30 минут и возрастают через 3-6 часов после реоксигенации. При этом через 24 часа МСН достигает уровня контроля, а МСНС остается пониженной.

Возможно, незначительное изменение объема эритроцитов в сторону уменьшения их размеров, наблюдаемое нами в первые 6 часов после реоксигенации обусловлено частичной дегидратацией и сжатием клеток за счет открытия кальций-зависимых калиевых каналов (Гардос-эффект), которое происходит под действием окислителей - продуктов липопероксидации. Уровень ТБК-АП в крови в эти сроки был повышен в 4,2-3,3 раза. Наше предположение основано на литературных данных, где показано, что действие на эритроциты окислителей (феназин метосульфат, третбутиловая гидроперекись) приводит к активации кальций-зависимых калиевых каналов. Авторы считают, что активация Гардос-каналов является общим свойством клеточного ответа при окислительных воздействиях [35]. При уменьшении объема эритроцитов происходит увеличение МСН и МСНС, тогда как концентрация гемоглобина в крови понижается. В дальнейшем уменьшение объема клеток сменяется его увеличением, что обусловлено плазмолизом вследствие глубоких мембранодеструктивных изменений. На гемолиз эритроцитов указывает резкое уменьшение их количества и концентрации гемоглобина, начиная с 180 минуты исследования. Таким образом, мы полагаем, что подобная динамика эритроцитарных индексов обусловлена мембранодеструктивными процессами в эритроцитах, изменениями их абсолютного числа вследствие гемолиза, а также изменениями гематокрита за счет перераспределения крови.

Исследование динамики изменений количества тромбоцитов и лейкоцитов при общей гипоксии показало следующие результаты. Содержание PLT в периферической крови увеличивалось на 39% в первые 30 минут после реоксигенации, оставалось повышенным на 46-41% до 90 минуты и увеличивалось еще в большей степени в 120 минуте. На 180 минуте наблюдения происходило резкое понижение количества PLT на 21% которое продолжалось до 6часов после реоксигенации и оставалось сниженным на 41-30% до 24ч эксперимента (таблица 3).

Таблица 3

Динамика изменений содержания PLT и WBC при острой гипоксии

Примечание: * - достоверно по отношению к контролю, р<0,05

Эти результаты свидетельствуют о развитии предпосылок в начале к гипер-, а затем гипокоагуляции при общей гипоксии организма. Критическим временным периодом при этом являются первые 30 минут и 3 часа после реоксигенации. Возможно, понижение числа тромбоцитов на 180 минуте исследования обусловлено их избыточным потреблением при образовании тромбов в микроциркуляторном русле в ответ на повреждение эндотелия под действием АФК, уровень которых наиболее высокий именно в этот период.

В литературе имеются указания на то, что супероксидрадикал является главным фактором, обусловливающим повреждение эндотелиоцитов и вазоспазм за счет образования пероксинитрита в реакции с оксидом азота, образуемым в этих клетках [12,37]. При гипоксии стимулируется синтез NO, однако его вазодилатирующий эффект, опосредуемый открытием калиевых и кальциевых каналов, обусловливающих реполяризацию мембран гладкомышечных клеток сосудов, нивелируется и сменяется вазоспазмом. При повреждении эндотелиоцитов происходит изменение синтеза и секреции вазоактивных пептидов эндотелинов, ингибитора активатора плазминогена РАI1, интерлейкинов, Е-селектина, молекул адгезии, простациклина, растворимого тромбомодулина и др., что, вероятно и обусловливает изменения гемодинамики и гемостаза [18]. Полученные нами результаты изменения содержания тромбоцитов и лейкоцитов при гипоксии косвенно указывают на развитие острого ДВС-синдрома при реоксигенации организма с последовательным течением его фаз, когда гиперкоагуляция сменяется коагулопатией потребления, а затем и гипокоагуляцией. Наше предположение подтверждается тем, что в сроки 30-120 минут у крыс наблюдалось уменьшение времени свертывания крови, а через 3-6 часов – удлинение этого показателя. На поражение

Мы полагаем, что динамика изменений количества WBC в наших исследованиях была обусловлена не только воспалительной реакцией на пункцию хвостовой вены, но и гемодинамическими нарушениями при гипоксии/реоксигенации.

Выводы.

1. Общая острая гипобарическая гипоксия организма сопровождается развитием окислительного стресса и усилением генерации АФК.

2. Изменения состава периферической крови проявляются увеличением количества всех форменных элементов в первые 30 минут после реоксигенации, а затем постепенным понижением их количества с максимумом к 180 минуте исследования.

3.Изменения количества эритроцитов, гемоглобина и эритроцитарных индексов обусловлены мембранодеструктивными процессами в эритроцитах, уменьшением их абсолютного числа вследствие гемолиза, а также изменениями гематокрита за счет перераспределения крови.

3. Изменения количества тромбоцитов при общей гипоксии организма указывают на развитие острого ДВС-синдрома в фазе гипокоагуляции к 24 часам после реоксигенации.

Литература:

1. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах // Соровский образовательный журнал.-2000.-Т.6,№12.-С.13-19.

2. Скулачев В.П. Явления запрограммированной смерти. Митохондрии, клетки и органы: роль активных форм кислорода // Соровский образовательный журнал.-2001.-Т.7,№6.-С.4-10.

3. Чеснокова Н.П., Понукалина Е.В., Бизенкова М.Н. современные представления о патогенезе гипоксий, классификация гипоксий и пусковые механизмы развития // Современные наукоемкие технологии.-2006.-№5.-С.23-26.

4. Бизенкова М.Н. Общие закономерности метаболических расстройств при гипоксии различного генеза и патогенетическое обоснование принципов их медикаментозной коррекции // Автореф. дис….к.м.н. Саратов 2008. 25с.

5. Изюмов Д.С. Программируемая гибель клеток и окислительный стресс, вызванные ингибиторами митохондриальных функций: Автореф. дис. … к.б.н., Москва, 2005.-25с.

6. Козлов М.В.Влияние характеристик липидов на функционирование физико-химической системы регуляции перекисного окисления липидов: Автореф. дис. … к.б.н.,Москва, 2008.-22с.

7. Алесенко А.В., Соловьев А.С., Терентьев А.А., Хренов А.В. Роль продуктов сфингомиелинового цикла в развитии апоптоза, индуцированного через рецепторы Fas и фактора некроза опухоли альфа // Известия Академии наук, серия Биологическая.-1998.-№2.-С.157-166.

8. Khrenov A.V. Terentev A.A.? Korobko V.G. Alesenko A.V. Sphingosine synergistically stimulates TNF indused apoptotic DNA degradation in vivo // Eur. Cytokine Netv. 1996.-V.7.,n2,p.209.

9. Зайцев С. Ю. Супрамолекулярные биохимические системы в исследованиях биомембран и биологических жидкостей животных: Автореф. дис. … д.б.н., Москва, 2007.-45с.

10. Залесский В.Н., Великая Н.В. Механизмы цитотоксических эффектов активных молекул кислорода и развитие апоптоза // Совр. проблемы токсикологии.-2003.-№1.-С. 11-17.

11. Ланкин В.З., Тихадзе А.К., Беленков Ю.Н. Свободно-радикальные процессы в норме и при патологических состояниях.-М., 2001.-78с.

12. Reid MB, Durham WJ.Generation of reactive oxygen and nitrogen species in contracting skeletal muscle: potential impact on aging.Ann N Y Acad Sci. 2002 Apr;959:108-16. Review.

13. Sakac V, Sakac M.[Free oxygen radiacals and kidney diseases--part I]Med Pregl. 2000 Sep-Oct;53(9-10):463-74. Review. Croatian.

14. Turpaev KT.Reactive oxygen species and regulation of gene expression.Biochemistry (Mosc). 2002 Mar;67(3):281-92. Review.

15. Суслина З.А., Максимова М.Ю. Концепция нейропротекции: новые возможности ургентной терапии ишемического инсульта // Нервные болезни.-2004.-№3.-С.4-7.

16. Скворцова В.И., Ефремова Н.В., Шамалов Н.А., Соколов К.В., Бодыхов М.К. Церебральная ишемия и нейропротекция // Медицина.-2006.-№2(13).-С.35-41.

17. Рыбакова М.Г., Кузнецова И.А. Роль апоптоза в ишемической повреждении миокарда // Архив патологии.-2005.-т.67.-С. 23-25.

18. Пушкарева Т.А., Корякина Л.Б., Рунович А.А., Курильская Т.Е., Пивоваров Ю.И. Критерии оценки дисфункции эндотелия артерий и пути ее коррекции (обзор литературы) // Клин. Лаб диагностика.-2008.-№5.-С.3-7.

19. Титов В.Н., Лисицын Д.М., Разумовский С.Д. Методические вопросы и диагностическое значение определения перекисного окисления липидов в липопротеинах низкой плотности. Олеиновая жирная кислота как биологический антиоксидант (обзор литературы) // Клин. Лаб. Диагностика -2005.-№4.-С.3-10.

20. Улитко М.В. Роль моноцитов-макрофагов в адаптивных реакциях кроветворной ткани при действии на организм экстремальных факторов: Автореф. дис. … к.б.н.,Екатеринбург, 2008.-24с.

21. Voeikov VL.Reactive oxygen species--(ROS) pathogens or sources of vital energy? Part 1. ROS in normal and pathologic physiology of living systems.J Altern Complement Med. 2006 Mar;12(2):111-8. Review.

22. Dammanahalli KJ, Sun Z.Endothelins and NADPH oxidases in the cardiovascular system.Clin Exp Pharmacol Physiol. 2008 Jan;35(1):2-6. Review.

23. Guichard C, Pedruzzi E, Fay M, Ben Mkaddem S, Coant N, Daniel F, Ogier-Denis E.[The Nox/Duox family of ROS-generating NADPH oxidases]Med Sci (Paris). 2006 Nov;22(11):953-9. Review. French.

24. Kobayashi T, Tsunawaki S, Seguchi H Evaluation of the process for superoxide production by NADPH oxidase in human neutrophils: evidence for cytoplasmic origin of superoxide//Redox Rep. 2001;6(1):27-36

25. Sun GY, Horrocks LA, Farooqui AA. The roles of NADPH oxidase and phospholipases A2 in oxidative and inflammatory responses in neurodegenerative diseases // J Neurochem. 2007 Oct;103(1):1-16. Epub 2007 Jun 11. Review.

26. Infanger DW, Sharma RV, Davisson RL.NADPH oxidases of the brain: distribution, regulation, and function.Antioxid Redox Signal. 2006 Sep-Oct;8(9-10):1583-96. Review.

27. Delbosc S, Cristol JP, Descomps B, Chénard J, Sirois P.[Oxygen and the superoxide anion. Modulation of NADPH oxidase?]J Soc Biol. 2001;195(4):401-11. Review. French.

28. Kim C, Kim JY, Kim JH.Cytosolic phospholipase A(2), lipoxygenase metabolites, and reactive oxygen species.BMB Rep. 2008 Aug 31;41(8):555-9. Review.

29. Ахуба Л.О. Влияние лейкоцитов на реологические свойства крови в эксперименте и при некоторых гематологических заболеваниях: Автореф. дис. … к.б.н.-Москва,2008.-24с.

30. Li JM, Shah AM.Endothelial cell superoxide generation: regulation and relevance for cardiovascular pathophysiology.Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2004 Nov;287(5):R1014-30.

31. Muralikrishna Adibhatla R, Hatcher JF.Phospholipase A2, reactive oxygen species, and lipid peroxidation in cerebral ischemia.Free Radic Biol Med. 2006 Feb 1;40(3):376-87. Epub 2005 Nov 21. Review.

32. Антонова О.А., Локтионова С.А., Романов Ю.А. и др. Активация и повреждение эндотелиальных клеток при гипоксии/реоксигенации. Влияние внеклеточного РН // Биохимия.- 2009.-Т.74,вып.6.-С.744-752.

33. Биленко М.В., Ладыгина В.Г., Федосова С.В. Сравнительная оценка цитотоксического эффекта перекиси водорода и фактора некроза опухоли альфа на неишемизированные и ишемизированные эндотелиальные клетки // Вопросы мед. Химии.-1999.-№5.-С. 12-15.

34. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Т. //Современные методы в биохимии; Под .ред. акад. АМН СССР В.Н.Ореховича. - М.: Медицина. 1977. - С. 66-68.

35. Щербаченко И.М. Модифицированные окислением эритроциты как экспериментальная модель для оценки активности антиоксидантов: Автореф. дис. …к.б.н.-Москва,2008.-23с.

36. Яструбинецкая О.И. Морфофункциональная характеристика периферического звена эритрона больных гемофилией: Автореф. дис. … к.м.н.-Москва,2008.-25с.

37. Touyz RM.Reactive oxygen species, vascular oxidative stress, and redox signaling in hypertension: what is the clinical significance?Hypertension. 2004 Sep;44(3):248-52. Epub 2004 Jul 19. Review.